Каким образом ионизированная форма аминокислоты может быть важна для каталитической активности?

Ферментативные реакции – это химические реакции . Химические реакции включают перенос заряда («электрона») . Перенос заряда происходит легче, если существует большой градиент плотности заряда между атакующей группой активных центров и атакуемым атомом субстрата. Многие ферменты (да, это действительно довольно распространено) используют ионные формы аспартата или глутамата в качестве каталитического аминокислотного остатка.

Например, некоторые ферменты, принадлежащие к семейству альфа/бета-гидролаз (например, галоалкандегалогеназы, эпоксидгидролазы), используют депротонированный аспартат в качестве нуклеофила (который атакует электрофильный атом субстрата); специфическое положение нуклеофила внутри фермента и его взаимодействие с другими группами фермента усиливают нуклеофильную природу аспартата, явление, называемое «оксианионной дыркой».

Оллис и др. (1992) Protein Eng 5: 197-211. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1409539

Хотя ответ, предоставленный @MartinKlvana, верен, я хотел бы прояснить вопрос о силе нековалентных взаимодействий в белках, поскольку это, по-видимому, является основой проблемы плаката. Как я бы сказал:

Жизнь динамична. Таким образом, химия жизни зависит от слабых взаимодействий, которые можно создать и разорвать.

Ионные взаимодействия по энергии аналогичны другим нековалентным взаимодействиям.

Согласно Бергу и др. и типичные диапазоны статьи в Википедии для нековалентных взаимодействий:

• Ионное взаимодействие: 1,4 ккал/моль (3Å в воде — зависит от расстояния и диэлектрической проницаемости)
• Водородная связь: 1–3 ккал/моль (зависит от расстояния и угла)
• Взаимодействие Ван-дер-Уоллса: 0,5–1,0 ккал/моль (зависит от расстояния)

Это контрастирует, скажем, с ковалентной связью C–C с энергией около 100 ккал/моль согласно этому сайту . Таким образом, ионная связь явно является относительно слабой связью.

Заряженное состояние остатка, участвующего в ферментативных механизмах, часто является частичным и динамическим.

Как известно читателю, процент ионизации остатка зависит от его рК _а и среды. В нейтральном растворе боковая цепь гистидина (pK _6,0 ) будет протонирована только на 10%. Однако в активном центре белка все может быть по-другому. В гидрофобной среде кислые боковые цепи аспарагиновой или глутаминовой кислоты могут иметь гораздо меньшую склонность к ионизации и, таким образом, иметь эффективный pK _a намного выше, чем в воде (4.1). Близость других остатков также может влиять на ионизацию или протонирование за счет принятия или отдачи иона водорода.

Дело в том, что остатки, участвующие в катализе, часто фактически менее заряжены, чем полностью заряженный остаток в растворе, и это позволяет обратить ионизацию или протонирование в конце реакции, возвращая ферментный катализатор в исходное состояние.

Некоторые примеры

Хотя функциональная роль Asp-27 (предположительно группа pK _a 4,7) в тетрагидрофолатредуктазе, по-видимому, заключается в передаче протона субстрату, детали этой реакции не совсем ясны. Так что легче проиллюстрировать этот момент двумя классическими ферментами.

Сериновые протеазы (трипсин и др.)

Более подробную информацию об этом можно найти в Интернете и в любом биохимическом тексте, но следующая иллюстрация, взятая из работы Berg et al. иллюстрирует ключевой момент, который я хочу подчеркнуть.

Это связано с тем, что во время реакции гистидин может чередоваться между протонированием и непротонированием, получая протон от соседнего серина.

лизоцим

Здесь механизм действия включает две кислотные группы, одну заряженную (Asp-52) и одну (Glu-35) незаряженную. Это различие связано с тем, что последний находится в гидрофобной среде. Однако в ходе реакции он способен ионизироваться, но после завершения реакции возвращается в свою протонированную форму. Это показано на иллюстрации ниже, взятой из обзорной статьи Nature Structural Biology за авторством AJ Kirby .